علوم زیستی ورزشی _ زمستان 1395 دوره8، شماره 4، ص : 480 – 465 تاریخ دریافت : 26 / 12 / 92 تاریخ پذیرش : 18 / 08 / 93

تأثیر فعالیت ورزشی استقامتی بر بیان ژن SYD در نورون های حرکتی رت های مبتلا
به نوروپاتی دیابت

مریم فولادوند 1– رضا قراخانلو 2 – احمد همت فر3 – مسعود رحمتی4
1. باشگاه پژوهشگران جوان، دانشگاه آزاد اسلامی واحد بروجرد، بروجرد، ایران 2. دانشیار، گروه فیزیولوژی ورزش دانشگاه تربیت مدرس، تهران، ایران 3. استادیار، گروه فیزیولوژی ورزش دانشگاه آزاد اسلامی واحد بروجرد، بروجرد، ایران 4. استادیار، گروه تربیت بدنی دانشگاه لرستان، خرم آباد، ایران

چکیده
هدف از پژوهش حاضر بررسی تأثیر فعالیت ورزشی استقامتی بر بیان ژن SYD در نورونهای حرکتی رتهای مبتلا به نوروپاتی دیابت بود. بدین منظور، دوازده سر رت صحرایی بالغ نر نژاد ویستار به طور تصادفی در سه گروه چهارتایی دیابتی تمرین کرده (DT)، دیابتی تمرین نکرده (DC) و کنترل سالم (HC) قرار گرفتند. دو هفته پس از تزریق STZ برای القای دیابت، با اثبات نروپاتی دیابت توسط آزمون های رفتاری، پروتکل تمرین استقامتی اجرا شد. سپس نورون های حرکتی L4-L6 بافت نخاع استخراج، و بیان ژنSYD به روش Real time-PCR بررسی شد. نتایج نشان داد میانگین بیان ژن SYD در گروه DCنسبت به گروه HC بهطور معنا داری بالاتر بود. بیان ژن SYD در گروه DT نسبت به گروه DCنیز بهطور معنا داری کمتر بود. به طور کلی می توان نتیجه گرفت در نورونهای حرکتی رت های دیابتی، تنظیم افزایشیmRNA SYD در پیامرسانی آسیب نورونی درگیر است و ورزش بهعنوان یک راهبرد غیردارویی، میتواند آن را تعدیل و به سطوح نرمال نزدیک کند.

واژه های کلیدی
بیان ژن، تمرین استقامتی، دیابت، نوروپاتی SYD.

Email :ghara_re@modares.ac.ir +98 -021-82884646 : نویسنده مسئول : تلفن 

مقدمه
نروپاتی ایجادشده از طریق بیماری دیابت، توزیع آناتومیکی، دورههای درمانی، و احتمالاً سازوکارهای سبب شناسی مختلفی را دربرمی گیرد. هر یک از این موارد به وسیله آسیب متمرکز یا پراکنده به تارهای عصبی خودمختار یا سوماتیک محیطی ویژگی می یابند که ناشی از دیابت است. براساس نتایج مطالعات اختلالات پروتئین کینازهای عصبی، از اصلی ترین مسیرهای بیوشیمیایی درگیر در توسعه نروپاتی ناشی از بیماری دیابت است (18). از سوی دیگر، پروتئین کینازهایJNK) c-Jun N-terminal )، یکی از سه خانواده پروتئین کیناز فعال شده توسط میتوژن (MAPK) هستند که ایزوفرم های مختلف آن از طریق پیرایش متنوع سه ژن JNK2، JNK1و JNK3 شکل می گیرند (15). JNK1 و JNK2 به طور گسترده در همه بافت ها بیان می شوند؛ درحالی که JNK3 به صورت انتخابی در مغز، قلب و بیضه ها بیان میشود (41).
پروتئین های ساختمانیJNK شامل پروتئین های تعامل کننده با IKAP ،(52) (JIP) JNK ، بتاآرستین -2، POSH (17) و فیلامین هستند. در این میان، خانواده JIPدر تعدیل سیگنال های استرس، مخروط های رشد نورون ها، جوانه زدن، نوزایش و انتقال آکسونی شرکت می کنند (31،14).
پروتئینSYD 5 از خانواده پروتئین های JIP است که با JNK تعامل دارد. همچنین به عنوان JIP3 (30) و JSAP1 (27) شناخته شده است. این پروتئین کیناز در یکپارچگی پیام رسانی JNK و انتقال وابسته به کاینزین نقش دارد، به طوری که از طریق تعامل با کاینزین و افزایش جنبش پذیری آن، به تعدیل انتقال آکسونی انواع گونه های وزیکولی منجر می شود (6).
براساس نتایج مطالعات SYD در استقرار وزیکولهای سیناپسی (44) و عبور و مرور اندامکهای غشایی درگیر است. همچنین اندوزومهای مرتبط با SYD در حمل پ یامهای آسیب از مکان آسیب به سمت جسم سلولی نقش دارند (1). مطالعات انجامگرفته روی دیگر بیماری های تخریب عصبی مانند آلزایمر (3،28)، هانتیگتون (28) و پارکینسون (28)، نقصان های عصبی را به اختلال در پیام رسانی SYD نسبت داده اند. همچنین هدف گیری نورون ها در بیماری دیابت، خصوصیات منحصربه فردی دارد، بهگونه ای که مطالعه پیشین ما، مبنی بر درگیر بودن SYD در پیام رسانی آسیب نورون های حسی رت های دارای نروپاتی دیابت از طریق تنظیم افزایشیmRNA SYD ، بود (20). این در حالی است کهدر مورد درگیر بودن نورون های حرکتی در اختلال انتقال آکسونی مطالعه ای انجام نگرفته است.
به طور کلی، نورون های حرکتی در بیماری دیابت هدف اصلی نیستند، اما این موضوع در مطالعات آزمایشگاهی به اثبات نرسیده است. کاهش سرعت هدایت عصبی – حرکتی، یکی از مواردی است که این موضوع را تأیید می کند؛ اگرچه سرعت هدایت کاهش یافته، ضرورتاً منعکس کننده تغییرات ساختاری آکسون به شمار نمی رود (54). به هر حال، شاخص های کلینیکی در ارتباط با درگیری آکسون های حرکتی در نروپاتی دیابت همچون اتصالات عصبی -عضلانی غیرپایدار وجود دارد. همچنین دوره های طولانی مدت DPN با کاهش پتانسیل عمل عضلانی ترکیبی حرکتی تحتانی در تلاش های انسانی همراه بوده است (2). از سوی دیگر، اثر ورزش بر بهبود نقصان عملکرد عصبی در شرایط طبیعی و پاتولوژیک به اثبات رسیده است؛ به گونه ای که فعالیت افزایش یافته به شکل تمرین ورزشی منظم می تواند شکل پذیری مغز (13)، سیستم ضد اکسایشی (38) و تنظیم افزایشی نروتروفین ها را ارتقا بخشد (39) و از آپوپتوزیز سلول های عصبی جلوگیری کند (11). ورزش همچنین می تواند بیوسنتز RNA (2)، افزایش انتقال آکسونی (23)، و افزایش میزان جوانهزنی عصبی بهدنبال برش عصبی را به همراه داشته باشد (13).
با توجه به درگیر بودن نورونهای حرکتی در نروپاتی دیابت و اختلال پیامرسانی SYD/JIP3در بسیاری از اختلالات ناشی از برخی بیماری های تخریب عصبی (3،28)، احتمال می رود که در نقصان های حرکتی ناشی از بیماری نروپاتی دیابت نیز نقش داشته باشد و از سوی دیگر، ممکن است ورزش به عنوان یک راهبرد غیردارویی نیز آثار سودمندی بر این پروتئین کیناز داشته باشد. براساس اطلاعات موجود، تاکنون اختلالات احتمالی SYD در نروپاتی دیابت و اثر ورزش استقامتی بر آن بررسی نشده است. ازاین رو در پژوهش حاضر بیان ژن SYD در نورون های حرکتی ریشه های نخاعی عصب سیاتیک رت های نر ویستار دارای نروپاتی دیابت در پی تمرین استقامتی بررسی میشود.

روش تحقیق
در پژوهش حاضر دوازده سر رت صحرایی بالغ نر ده هفته ای از نژاد ویستار با محدوده وزنی 2/11±3/271 گرم از بخش پرورش حیوانات مرکز تحقیقات رازی تهیه و به آزمایشگاه حیوانات دانشگاه تربیت مدرس منتقل شدند. کلیه رت ها در شرایط کنترل شده محیطی با میانگین دمای 3±22 درجه سانتیگراد، چرخه روشنایی– تاریکی 12:12 ساعت، رطوبت نسبی 40 درصد و با دسترسی آزاد به آب و غذای ویژه موش نگهداری شدند. در پژوهش حاضر، کلیه اصول اخلاقی کار با حیوانات توسط کمیتهاخلاق دانشگاه تربیت مدرس بررسی و تأیید شد. پس از دو هفته آشناسازی و سازگاری حیوانات با محیط جدید و رسیدن به وزن مطلوب 4/8±3/326 گرم برای القای نروپاتی دیابت (9)، رت ها به طور تصادفی در سه گروه چهارتایی قرار گرفتند: گروه اول (گروه دیابت تمرین کرده)، گروه دوم (گروه دیابت تمرین نکرده) و گروه سوم (گروه کنترل سالم). دو هفته پس از القای دیابت، آزمایش های رفتاری درد نروپاتیک به عنوان شاخص عملکرد نورونهای حرکتی (7) اجرا شد و پس از اطمینان یافتن از حصول نروپاتی نورونهای حرکتی در رتها (32)، پروتکل تمرین استقامتی به مدت شش هفته انجام گرفت (11). ابتدا در مرحله آشناسازی، بهمنظور خوگیری به شرایط آزمایشگاه، نوار گردان و دستکاری، حیوانات پنج روز در هفته به مدت 15-10 دقیقه و با سرعت 10 متر در دقیقه روی نوار گردان راه رفتند. به منظور سازگاری جهت آزمایش های رفتاری نیز حیوانات به مدت سه روز در معرض آزمای شهای رفتاری (دو بار برای هر آزمایش) قرار گرفتند. بدین صورت که حیوانات پس از انتقال به آزمایشگاه رفتار درد، بدون اجرای واقعی آزمایش، به مدت 30 -20 دقیقه در محیط اصلی آزمایش قرار گرفتند (45). سرانجام، به منظور ثبت اولیه میزان رفتارهای درد، پس از اجرای اولیه آزمون ها، دیابت القا شد. دو هفته پس از القای دیابت، با اجرای مجدد آزمون های رفتاری درد و پس از اطمینان یافتن از وقوع درد نروپاتیک در گروههای دیابتی، پروتکل تمرین استقامتی به مدت شش هفته انجام گرفت (11). تمام جلسات تمرینی در پایان سیکل خواب حیوانات و بین ساعتهای 16 تا 18 عصر برگزار شد. همچنین، به منظور اجتناب از عوامل مداخلهگر مانند آنتینوسیسپشن القاشده از طریق استرس، آزمای شهای رفتاری نیز میان ساعت های 7 تا 10 صبح بهعمل آمد (45).

القای دیابت
به منظور القای دیابت نوع اول، پس از دوازده ساعت محرومیت از غذا، محلول Sigma, St. ) STZLouis, MO؛ 45 mg/Kg حل شده در بافر سیترات تازه 5/0 pH:4/5 ، mol/L) بهصورت درون صفاقی تزریق شد. به رتهای غیردیابتی نیز معادل حجمی بافر سیترات تزریق شد. 48 ساعت پس از تزریق، با ایجاد یک جراحت کوچک بهوسیله لانست روی ورید دم رتها، یک قطره خون روی نوار گلوکومتری قرار داده شد و نوار توسط دستگاه گلوکومتر (Glucotrend 2، شرکت روشه آلمان) خوانده شد و رتهایی که قند خون آنها بالاتر از 300 mg/dL بود، بهعنوان دیابتی در نظر گرفته شدند (9). شایان ذکر است با توجه به احتمال مرگومیر و عدم دیابتی شدن ناشی از تزریق STZ ، تعداد دوازده رت جهت این کاردر نظر گرفته شد که دو سر از آنها پس از تزریق از بین رفتند و در نهایت از میان رت های باق یمانده، هشت سر بهعنوان گروههای تجربی در نظر گرفته شدند. با توجه به اینکه میزان تزریق STZ و وزن حیوانات قبل از تزریق STZ، دو عامل مهمیاند که پیدایش دیابت نروپاتیک را به همراه دارند (3،1)؛ ازاین رو برای کاهش حساسیت بیماری و تأثیرات جانبی به سطح قابل قبول، از کمترین میزان تزریق STZ و مطابق با وزن حیوانات (9)، استفاده شد. شایان ذکر است که در پژوهش حاضر، پس از تزریق
STZ، علائم ناشی از تزریق اشتباه، مانند تورم شکم و مشکلات گوارشی در حیوانات مشاهده نشد.

نحوه اندازهگیری آلودینیای مکانیکی
بهمنظور اندازه گیری آلودینیای مکانیکی، حیوان روی یک شبکه سیمی و در داخل یک محفظه پلکسی گلاس به ابعاد 20×20 و ارتفاع 30 سانتی متر قرار م یگرفت. بهمنظور عادت کردن حیوانات به محیط جدید،30 دقیقه قبل از آزمایش، درون محفظه شفاف و روی صفحه مشبک قرار گرفتند. برای سنجش آلودینیای مکانیکی، از تارهای مختلف Von Fery در محدوده 2 تا 60 گرم (60، 26، 15، 8، 6، 4، 2) ساخت شرکت Stolting ،USA جهت سنجش حساسیت پوست به تحریکات تماسی استفاده شد.
هر آزمایش با تار دارای کمترین وزن شروع می شد و در صورت عدم ایجاد پاسخ، به ترتیب از تارهای با وزن بالاتر استفاده شد. چنانچه دو بار متوالی، پاسخ (بلند کردن پا توسط حیوان) مشاهده میشد، همان وزنه بهعنوان آستانه پس کشیدن پنجهPWT) Paw Withdrawal Threshold ) محسوب می شد و دیگر آزمایش ادامه پیدا نم یکرد. چنانچه حیوان به ه یچیک از تارها، از جمله تار شماره 60 نیز پاسخ نمی داد، عدد 60 بهعنوان آستانه پاسخ در نظر گرفته می شد. همچنین، هر آزمایش سه بار و به تناوب حداقل سه دقیقه تکرار شد و میانگین آنها به عنوان آستانه پس کشیدن پنجه منظور شد (8). بهطور کلی، سنجش آلودینا مکانیکی، قبل از تزریق STZ و چهارده روز پس از تزریق بهعمل آمد. شایان ذکر است در مطالعات حیوانی از این روش، به عنوان روشی کارامد برای سنجش رفتارهای درد نروپاتیک (7،9) و اثبات نروپاتی نورونهای حرکتی (9،12،33،42،46) استفاده شده است.
نحوه اندازه گیری هایپرآلژزیای حرارتی
هایپرآلژزیای حرارتی با استفاده از روش هارگریوز1 با کمی تغییر مورد سنجش قرار گرفت (24).
به طور خلاصه، با استفاده از دستگاه Ugo Bassil, Italy) Radiant heat plantar test) حیوانات در سه اتاقک از جنس پلکسی گلاس (طول 22 cm × عرض 22 cm × ارتفاع 3/13 cm) و روی صفحه پلکسی گلاس تمیز قرار گرفتند. پس از 30 دقیقه سازگاری حیوان با محیط جدید، با جابه جایی منبع متحرک تابش نور حرارتی، بخش میانی کف پای حیوان از بین سطح پلکسی گلاس در معرض تشعشع ثابت حرارتی قرار گرفت. پس از تابش نور حرارتی بهوسیله دستگاه به کف پای حیوان، تایمر فعال شده و با کشیدن پا، تابش نور قطع و تایمر متوقف شد و با ثبت زمان تأخیر در پس کشیدن پنجه Paw Withdrawal Latency (PWL) میزان تحمل حیوان نسبت به محرک آسیب رسان حرارتی مورد سنجش قرار گرفت. هر پا بهطور متناوب و با فواصل پنج تا ده دقیقه، سه بار آزمایش شد و میانگین آنها به عنوان آستانه درد حرارتی ثبت شد. همچنین، به منظور جلوگیری از آسیب بافت، Cut Off آزمایش 22 ثانیه در نظر گرفته شد. به طور کلی، سنجش هایپرآلژزیا حرارتی قبل از تزریق STZ و چهارده روز پس از تزریق به عمل آمد. شایان ذکر است در مطالعات حیوانی از این روش، به عنوان روشی کارامد برای سنجش رفتارهای درد نروپاتیک (7،9) و اثبات نروپاتی نورونهای حرکتی (9،12،33،42،46) استفاده شده است.

پروتکل تمرین
در پژوهش حاضر از سرعت تمرینی 18-10 متر در دقیقه معادل 70-60 درصد Vo2max و در عین حال کارامد از لحاظ فیزیولوژیک (11)، استفاده شد؛ بدین صورت که گروه ورزشی در معرض تمرین نوار گردان با شدت متوسط پنج روز در هفته و به مدت شش هفته قرار گرفت. سرعت و مدت تمرین نوار گردان بهتدریج افزایش یافت و از 10 متر در دقیقه برای 10 دقیقه در هفته اول، 10 متر در دقیقه به مدت 20 دقیقه در هفته دوم، 15-14 متر در دقیقه به مدت 20 دقیقه در هفته سوم، 15-14 متر در دقیقه به مدت 30 دقیقه در هفته چهارم، به 18-17 متر در دقیقه به مدت 30 دقیقه در هفته پنجم افزایش یافت. به منظور رسیدن سازگاریهای به دست آمده به حالت یکنواخت، تمامی متغیرهای تمرینی در هفته پایانی (هفته ششم) ثابت نگه داشته شدند (11).

.1 Hargreaves
استخراج نمونه
24 ساعت پس از آخرین جلسه تمرینی، رت ها از طریق تزریق درون صفاقی کتامین (mg/kg 90) و زایلازین (mg/kg 10) بی هوش شدند و سگمنتهای نخاعی تشکیل دهنده عصب سیاتیک (L6-L4) (37) که در رت، میان دنده های mm) T10-T12 25-20) قرار گرفتهاند (34)، با برش در پایین ترین بخش ممکن بلافاصله استخراج شد. سپس، بافت نخاع با استفاده از کانال مرکزی بهعنوان شاخص، به بخش قدامی و خلفی تفکیک شد و بخش قدامی آن که حاوی نورونهای حرکتی بود (5)، در نیتروژن 80- منجمد و برای تجزیه وتحلیل بعدی نگهداری شدند.

استخراج RNA و سنتز cDNA
حدود 50 میلی گرم بافت حسی به صورت جداگانه، برای استخراج total RNA به نسبت یک به ده در QIAzol Lysis Reagent هموژن شد. به منظور برداشتن اجزای پروتئینی، محصول حاصل در 0C 4، g ،10min12000 سانتریفیوژ شد. سپس به نسبت یک به نیم با کلروفرم مخلوط و به مدت 15 ثانیه به شدت تکان داده شد. محصول در g ،15min ،4 0C12000 سانتریفیوژ و بخش معدنی و آبی از هم جدا شدند، بخش حاوی RNA برداشته شده و با نسبت یک به نیم با ایزوپروپانول مخلوط شد و به مدت ده دقیقه در دمای اتاق رها و سپس در g ،10min ،4 0C12000 سانتریفیوژ شد. Pellet حاوی RNA در اتانول شست وشو و در µL20 آب RNAS-Free حل شد. غلظت RNA مورد سنجش واقع شد (Eppendorff, Germany) و نسبت 260 به 280 بین 8/1 تا 2 به عنوان تخلیص مطلوب تعریف شد.
Mmulv Reverse و آنزیم Random hexamer primer و RNA از 1µg با استفاده از cDNA سنتز
.انجام گرفت transcriptase

Real time – PCR
اندازه گیری سطوح بیان SYD mRNA از روش کمی Real time-PCR با استفاده از Primix syber green II انجام گرفت (Applied Biosystems, USA). مخلوط واکنش در حجم نهایی µL20 و هر واکنش بهصورت duplicate صورت پذیرفت. طراحی پرایمرها براساس اطلاعات ژن های SYD و GAPDH در بانک ژنی NBCI و توسط شرکت ماکروژن (Macrogen Inc., Seoul, Korea) انجام گرفت. توالی پرایمرهای مورد استفاده در جدول 1 گزارش شده است، ضمن اینکه از GAPDH به عنوان ژن کنترل استفاده شد. برنامه دمایی مورد استفاده در Real time-PCR شامل 95 به مدت 10 دقیقه- 95 به مدت 15 ثانیه، 60 به مدت یک دقیقه (تکرار 40 سیکل) بود. میزان بیان ژنهای مورد نظر نیز با روش CT∆∆-2 اندازه گیری شد.

جدول 1. توالی پرایمرهای مورد استفاده
Genes Primer sequence GenBank code
SYD For: 5′-CCAGCTACCAGTGTCCAAACGAT -3′
Rev: 5′- CTTTGTGACACTGCCATAGTCCC-3′ NM_001100673
GAPDH For: 5′-GACATGCCGCCTGGAGAAAC -3′
Rev: 5′- AGCCCAGGATGCCCTTTAGT-3′ NM_017008

تجزیه وتحلیل آماری
برای مقایسه گروه ها در متغیرهای مورد مطالعه از تحلیل واریانس دوطرفه استفاده شد. به منظور آزمون های تکمیلی، آزمون پیگیر LSD به عمل آمد. سطح معنادار نیز 5% =  در نظر گرفته شد. کلیه بررسی های آماری با استفاده از نرم افزار SPSS/Win نسخه 16 انجام گرفت.

نتایج و یافته های تحقیق
تمام رت ها در گروه تمرینی شش هفته تمرین استقامتی را به طور مداوم انجام دادند. نتایج آنالیز واریانس دوطرفه (تمرین× دیابت) حاکی از اثر معنادار تمرین بر بیان ژن F=9/01 ،P=0/002) SYD) و اثر تعاملی (008/0=F=9/9 ،P) بین دو متغیر مذکور بود.
میانگین تغییرات زمان تأخیر در پس کشیدن پنجه (PWL) در آزمون هایپرآلژزیای حرارتی دو هفته پس از القای دیابت در گروه های دیابتی نسبت به گروه های سالم به طور معنا دار کمتر بود (0001/0=P). همچنین، در همان زمان، میانگین تغییرات آستانه پس کشیدن پنجه (PWT) در آزمون آلودینیا مکانیکی در گروه های دیابتی نسبت به گروه های سالم به طور معنا دار کمتر بود (0001/0=P) (جدول 1).
در شروع برنامه تمرینی غلظت گلوکز خون در گروههای دیابتی نسبت به گروه سالم به طور معنا دار بالاتر بود (0001/0=P) و پس از شش هفته تمرین استقامتی نیز همچنان از اختلاف معنا دار برخوردار بود (0001/0=P). همچنین، در پایان برنامه تمرینی، غلظت گلوکز خون گروه دیابت تمرین کرده نسبت به گروه دیابت تمرین نکرده بهطور معنا دار پایینتر بود (0001/0=P) (نمودار1).
وزن اولیه گروه ها نیز اختلاف معنا داری با یکدیگر نداشتند (7/0=P). اما در پایان پژوهش، میانگین تغییرات وزن گروه تمرین و کنترل دیابتی نسبت به کنترل سالم بهطور معنادار کمتر بود (به ترتیب 0001/0=P و 001/0=P). همچنین، میانگین وزن گروه دیابت تمرینکرده نسبت به گروه دیابت تمرین نکرده به طور معنا دار کمتر بود (04/0=P) (نمودار 2).
پس از شش هفته تمرین استقامتی، میانگین بیان ژن SYD در گروه دیابت تمریننکرده نسبت به گروه کنترل سالم بهطور معنا دار بالاتر بود (001/0=P). بیان ژن SYD در گروه دیابتی تمرین کرده نسبت به گروه دیابت تمرین نکرده نیز به طور معنا دار کمتر بود (001/0=P). بین میزان بیان ژن SYD در گروه دیابت تمرین کرده نسبت به گروه کنترل سالم نیز اختلاف معنا دار مشاهده نشد (9/0=P) (نمودار 3).

413655249198

مقاله JSB Volume 8 Issue 4 Pages 480 465 1

در این سایت فقط تکه هایی از این مطلب درج می شود که ممکن است هنگام انتقال از فایل ورد به داخل سایت کلمات به هم بریزد یا شکل ها درج نشود

شما می توانید تکه های دیگری از این مطلب را با جستجو در همین سایت بخوانید

ولی برای دانلود فایل اصلی با فرمت ورد حاوی تمامی قسمت ها با منابع کامل

به سایت مرجع

www.homatez.com

مراجعه نمایید

 

جدول 2. مقادیر آلودینیا مکانیکی و هایپرآلژزیا حرارتی در گروههای سهگانه (Mean±SD) متغیر گروه کنترل سالم دیابت تمرین نکرده دیابت تمرین کرده آلودینا مکانیکی 0 ± 60 87/5 ± 28/21* 17/8 ± 71/19* هایپرآلژزیا حرارتی 62/0 ± 68/12 12/1 ± 88/8* 28/1 ± 98/8*

مقاله JSB Volume 8 Issue 4 Pages 480 465 1

اختلاف معنا دار با گروه کنترل سالم (01/0 P<)

مقاله JSB Volume 8 Issue 4 Pages 480 465 1

نمودار 1. تغییرات گلوکز پلاسما در گروههای مختلف
اختلاف معنا دار با گروه کنترل سالم (01/0P<)
† اختلاف معنا دار با گروه دیابت تمرین نکرده (01/0P<)

نمودار 2. تغییرات وزن بدن در گروه ها ی مختلف
اختلاف معنا دار با گروه کنترل سالم (01/0P<)
† اختلاف معنا دار با گروه دیابت تمرین نکرده (01/0P<)

نمودار 3. میزان بیان ژنSYD در گروههای مختلف نسبت به گروه کنترل
* اختلاف معنا دار با گروه سالم تمرین نکرده (05/0 P<)
† اختلاف معنا دار با گروه دیابت تمرین نکرده (05/0 P<)
بحث و نتیجه گیری
نتایج پژوهش حاضر نشان داد که بیماری دیابت به افزایش mRNASYD در نورون های حرکتی رت های دیابتی منجر می شود. همسو با این نتیجه، مطالعاتی مبنی بر درگیر بودن SYD/ JIP3 در دیگر بیماری های تخریب عصبی به انجام رسیده است. برای مثال، پرین و همکاران نشان دادند که فعال سازی JNK در بیماری هانتینگتون (HD) درگیر بوده و مسدود کردن این مسیر بهبود بسیاری از اختلالات عصبی را در این بیماری بههمراه داشته است (36). پن و همکاران نیز نشان دادند که فعال سازی JNK در بیماری پارکینسون نیز درگیر بوده و مهار انتخابی فعال سازی مسیر میتوکندریایی خانواده JNK در درمان این بیماری مؤثر است (36). همچنین، نشان داده شده SYD با تبدیل کاینزین-1 از حالت غیرفعال به فعال، به افزایش جنبشپذیری آن و تنظیم مثبت انتقال آکسونی رو به جلو منجر می شود (6). این در حالی است که تغییر و تبدیل های پسترجمه ای پس از وقوع آسیب دیدگی در عصب سیاتیک، موجب تضعیف اتصال SYD به کاینزین و تقویت اتصال آن به مجموعه داینئین- داین اکتین می شود (10). این موضوع نشان می دهد که در شرایط آسیب دیدگی عصبی، SYD با تغییر توازن جهت انتقال آکسونی، به اختلال در انتقال آکسونی رو به جلو منجر می شود. ازاین رو با توجه به نتایج پژوهش حاضر، میتوان گفت که احتمال می رود SYD در انتقال آکسونی رو به جلو اختلالیافته در بیماری نروپاتی دیابت درگیر باشد. در تأیید این موضوع، نشان داده شده انتقال آکسونی رو به جلو BDNF (19) و P75 (16) در عصب سیاتیک رت های دیابتی شده توسط STZ کاهش یافته است.
نتایج همچنین نشان داد تمرین استقامتی موجب تعدیل و به سطوح نرمال رساندن بیان ژن SYD در نورون های حرکتی رت های دیابتی تمرین کرده می شود. این نتیجه همسو با مطالعاتی است که نشان داده اند تمرین استقامتی موجب بهبود عملکرد و ساختار نورونهای حرکتی می شود. قراخانلو و همکاران (1999) نشان دادند که فعالیت افزایشیافته به شکل تمرین استقامتی موجب افزایش در محتوای CGRP آکسون و جسم سلولی موتونورونهای نخاعی م یشود (23). از سوی دیگر، گاردینر1 و همکاران
(1984) نشان دادند که عصبزدایی جزئی عضلات نعلی و پلانتار در رتهایی که سابقه ورزش ده هفته ای تمرین استقامتی داشته اند، موجب افزایش جوانه زنی در عضله پلانتار شده است. آنها بیان کردند تمرین ورزشی موجب تغییراتی در نورونهای حرکتی می شود و جوانه زنی کوتاه مدت نورون های

.1 Gardiner
حرکتی عضله تندانقباض را ارتقا می بخشد (21). همچنین کاندا و همکاران (1996) پس از بررسی تأثیر فعالیت افزایشیافته بر مرگ سلول عصبی در نورونهای حرکتی عصبرسان عضله دوقلوی میانی طبیعی و دچار اضافه بارشده در رت های سالمند دریافتند که مواجهسازی عضله دوقلوی میانی با اضافه بار نمی تواند کاهش مرتبط با سن نورون های حرکتی عصب رسان این عضله را به تعویق اندازد (29).
در زمینه شناسایی سازوکارهای درگیر در بهبود عملکرد نورون های حرکتی در اثر تمرین ورزشی نیز مطالعات بسیاری انجام گرفته است. برای مثال، چن و همکاران تأثیر تمرین ورزشی بر بهبود عملکرد نورون های حرکتی را به کاهش بیان IL-1β و TNF-α و افزایش سطوح Hsp72 در عصب سیاتیک نسبت داده اند (12). شارما و همکاران این موضوع را به افزایش وابسته به ورزش بیان mRNA و سطوح پروتئین NT-3 در عضله اسکلتی نسبت داده اند (45). این مطالعات نشان میدهند که فعالیت افزایش یافته به شکل تمرین ورزشی میتواند از طریق کاهش سایتوکاینهای التهابی و پیشالتهابی، افزایش محتوای اپیوئیدهای درون زا و عوامل نروتروفیک، به بهبود وضعیت نورونهای حرکتی بینجامد.
از سوی دیگر، هایپرگلایسمی مزمن موجب تحمیل استرسهای اکسایشی و آپوپتوزی به سلول ها و بافت های دیابتی (35،51) و اختلال در کینتیک موتور پروتئین KIF1A می شود (4). این در حالی است که نتایج پژوهش حاضر نشان داد در مقایسه با گروه دیابتی تمریننکرده، تمرین ورزشی با شدت متوسط موجب کاهش معنا دار غلظت گلوکز خون در گروه تمرین دیابتی شده است. همچنین براساس نتایج مطالعات ورزش سبب کاهش سطوح گلوکز پلاسما در طول ورزش و پس از آن مفید میشود.
به علاوه، نشان داده شده ورزش می تواند حساسیت انسولینی را افزایش دهد (12). ازاین رو در پژوهش حاضر، این احتمال می رود که ورزش از طریق تأثیر بر کاهش غلظت گلوکز خون موجب توقف یا تضعیف فرایند آسیب در نورونهای حرکتی رتهای دیابتی تمرینکرده گشده است. اگرچه این امر در تحقیق حاضر مستقیماً بررسی نشد.
به طور کلی، با توجه به نتایج پژوهش حاضر می توان گفت که احتمال می رود تنظیم افزایشی SYD/JIP3 mRNA، در پیامرسانی آسیب نورونی درگیر باشد و تمرین استقامتی میتواند بهعنوان یک راهبرد غیردارویی، این افزایش را تعدیل و به سطوح نرمال نزدیک کند. ازاین رو از تمرین استقامتی با شدت متوسط به عنوان یکی از مهارکننده های SYD/JIP3، میتوان برای درمان اختلالات ناشی از بیماری نروپاتی دیابت استفاده کرد.
سپاسگزاری در پایان مراتب تقدیر و تشکر خود را از آزمایشگاه گروه علوم تشریح دانشکده پزشکی دانشگاه تربیت مدرس ابراز می داریم. منابع و مĤخذ
.1 Abe N, Almenar-Queralt A, Lillo C, Shen Z, Lozach J, Briggs SP, Williams DS, Goldstein LS, Cavalli V. (2009). “Sunday driver interacts with two distinct classes of axonal organelles”. J BiolChem. 284: 34628–34639.
.2 Andersen H, Gjerstad MD, Jakobsen J. (2004). “Atrophy of foot muscles: a measure of diabetic neuropathy”. Diabetes Care; 27:2382–5.
.3 Antoniou X, Falconi M, Di Marino D, Borsello T. (2011). “JNK3 as a therapeutic target for neurodegenerative diseases”. J Alzheim Dis; 24, 633–642.
.4 Baptista FI, Gaspar JM, Cristóvão A, Santos PF, Köfalvi A, Ambrósio AF. (2011). “Diabetes induces early transient changes in the content of vesicular transporters and no major effects in neurotransmitter release in hippocampus and retina”. Brain Res.;1383:257-69.
.5 Berger JV, Deumens R, Goursaud S, Schäfer S, Lavand’homme P, Joosten EA, Hermans E. (2011). “Enhanced neuroinflammation and pain hypersensitivity after peripheral nerve injury in rats expressing mutated superoxide dismutase 1”. J Neuroinflammation, 13; 8:33.
.6 Bowman, A.B., Kamal, B.W. Richtings, A. Philp, M. McGrail, J.G. Gindhardt, and L.S.B. Goldstein. (2000). “Kinesin-dependent axonal transport is mediated by the Sunday driver (SYD) protein. Cell”. 103:583-594.
.7 Calcutt N, Freshwater J, O’Brien J. (2000). “Protection of sensory function and antihyperalgesic properties of prosaposin-derived peptide in diabetic rats”. Anesthesiology; 93: 1271–1278.
.8 Calcutt NA, Jorge MC, Yaksh TL, Chaplan SR. (1996). “Tactile allodynia and formalin hyperalgesia in streptozotocin-diabetic rats: effects of insulin, aldose reductase inhibition and lidocaine”. Pain; 68: 293-299.
.9 Calcutt NA. (2004). “Modeling diabetic sensory neuropathy in rats”. Methods Mol Med; 99:55-65.

مقاله JSB Volume 8 Issue 4 Pages 480 465 1

.01 Cavalli V, Kujala P, Klumperman J, Goldstein LS (2005). “Sunday Driver links axonal transport to damage signaling”. J Cell Biol 168:775–787.
.11 Chae, C.H., Jung, S.L., An, S.H., Park, B.Y., Wang, S.W., Cho, I.H., Cho, J.Y., Kim, H.T. (2009). “ Treadmill exercise improves cognitive function and facilitates nerve growth factor signaling by activating mitogen-activated protein kinase/ extracellular signalregulated kinase1/2 in the streptozotocin-induced diabetic rat hippocampus”.
Neuroscience; 164, 1665–1673.
.21 Chen Y-W. Li Y-T. Chen YC. Li Z-Y. Hung C-H. (2012). “Exercise Training Attenuates Neuropathic Pain and Cytokine Expression After Chronic Constriction Injury of Rat Sciatic Nerve”. AnesthAnalg; 114: 1330–7.
.31 Cotman, C.W., Berchtold, N.C. (2002). “Exercise: a behavioral intervention to enhance brain health and plasticity”. Trends Neurosci; 25: 295–301.
.41 Dajas-Bailador F, Jones EV, Whitmarsh AJ. (2008). “The JIP1scaffold protein regulates axonal development in cortical neurons”.CurrBiol; 18, 221-226.
.51 Davis RJ. (2000). “Signal transduction by the JNK group of MAP kinases”. Cell; 103, 239-252.
.61 Delcroix, J., Michael, G.J., Priestley, J.V., Tomlinson, D.R., Fernyhough, P. (1998). “Effect of nerve growth factor treatment on p75NTR gene expression in lumbar dorsal root ganglia of streptozocin-induced diabetic rats. Diabetes”; 47, 1779–1785.
.71 Dickens M, Rogers JS, Cavanagh J, Raitano A, Xia Z, Halpern JR, GreenbergME, Sawyers CL, Davis RJ. (1997). “A cytoplasmic inhibitor of the JNK signal transduction pathway”. Science; 277, 693-696.
.81 Edwards JL, Vincent AM, Cheng HT, Feldman EL. (2008). “Diabetic neuropathy: mechanisms to management”. PharmacolTher; 120(1):1-34.
.91 Fernyhough, P., Diemel, L.T., Brewster, W.J., Tomlinson, D.R. (2013). “Altered neurotrophin mRNA levels in peripheral nerve and skeletal muscle of experimentally diabetic rats”. J. Neurochem 1995; 64, 1231–1237.
.02 Fouladvand, M., Gharakhnlou, R., Hematfar, A., Rahmati, M. (2013). “
.12 Gardiner, P. F., Michel, R., & Iadeluca, G. (1984). “Previous exercise training influences functional sprouting of rat hindlimb motoneurons in response to partial denervation”. Neuroscience letters; 45(2), 123-127.
.22 Gerchman, L., Edgerton, V. and Carrow, R. (1975). “Effects of physical training on the histochemistry and morphology of ventral motor neurons”. Exp. Neurol; 49:790-801.
.32 Gharakhanlou R, Chadan S, Gardiner P. (1999). “Increased activity in the form of endurance training increases calcitonin gene-related peptide content in lumbar motoneuron cell bodies and in sciatic nerve in the rat”..Neuroscience; 89(4): 1229-39.
.42 Hargreaves K, Dubner R, Brown F, Flores C, Joris J. (1988). “A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia”. Pain; 32:77–88.
.52 Holmberg C, Katz S, Lerdrup M, Herdegen T, Jaattela M, Aronheim A, Kallunki T. (2002). “A novel specific role for I kappa B kinase complex-associated protein in cytosolic stress signaling”. J BiolChem; 277, 31918-31928.
.62 Huang SH, Duan S, Sun T, Wang J, Zhao L, et al. (2011). “JIP3 mediates TrkB axonal anterograde transport and enhances BDNF signaling by directly bridging TrkB with kinesin-1”. J Neurosci 2011; 31: 10602–10614.
.72 Itoh, K., Ishii, T., Wakabayashi, N., & Yamamoto, M. (1999). “Regulatory mechanisms of cellular response to oxidative stress”. Free Radic Res 31(4), 319−324.
.82 Junyent F, Verdaguer E, Folch J, Beas-Zarate C, Pallàs M, Auladell C and et al. (2012).
“Role of JNK in neurodegenerative diseases”. Recent Advances in Pharmaceutical Sciences II,; 37 (2): 15-28.
.92 Kanda K, Hashizume K, Takashi M, Yasuko M. (1996).” Overloading a muscle does not alter the rate of motoneuronal loss in aged rats”. J Neurobio of Aging, 17: 613-617.
.03 Kelkar, N., S. Gupta, M. Dickens, and R.J. Davis. (2000). “Interaction of a mitogen- activated protein kinase signaling module with the neuronal protein JIP3”. Mol. Cell. Biol. 20:1030–1043.
.13 Koushika SP. (2008). “ “JIP”ing along the axon: the complexroles of JIPs in axonal transport”. Bioessays; 30, 10-14.
.23 Kuhad A, Chopra K. (2009). “Tocotrienol attenuates oxidative-nitrosative stress and inflammatory cascade in experimental model of diabetic neuropathy”. Neuropharmacology 57(4):456-62.
.33 Lee JH, McCarty R. (1990). “Glycemic control of pain threshold in diabetic and control rats”. PhysiolBehav; 47: 225-230.
.43 Liu S, Bréjot T, Cressant A, Bacci J, Saïd G, Tadié M, et al. (2005). “Reinnervation of hind limb extremity after lumbar dorsal root ganglion injury”. ExpNeurol; 196(2):401-12.
.53 Obrosova IG. (2009). “Diabetes and the peripheral nerve. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Basis of Disease”.1792(10):931-40.
.63 Perrin V, Dufour , N , Raoul , C , Hassig , R , Brouillet , E , et al. (2009). “Implication of the JNK pathway in a rat model of Huntington’s disease”. ExpNeurol; 215: 191–200.
.73 Prodanov D, Feirabend HKP. (2007). “Morphometric analysis of the fiber populations of the rat sciatic nerve, its spinal roots, and its major branches”. J Comp Neurol; 503:85– 100.
.83 Radak, Z., Sasvari, M., Nyakas, C., Taylor, A.W., Ohno, H.,Nakamoto, H., Goto, S. (2000). “Regular training modulates the accumulation of reactive carbonyl erivatives in mitochondrial and cytosolic fraction of rat skeletal muscle”. Arch. Biochem. Biophys; 383: 114–118.
.93 Radak, Z., Toldy, A., Szabo, Z., Siamilis, S., Nyakas, C., Silye, G., Jakus, J., Goto, S. (2006). “The effects of training and detraining on memory, neurotrophins and oxidative stress markers in rat brain”.Neurochem.Int; 49, 387–392.
.04 Rahmati M, Khazani A, Gharakhanlou R, Movaheddin M, Manaheji H. (2013). “Chronic effects of moderate intensity endurance training on neuropathic pain symptoms in diabetic rats”. PhysiolPharmacol; 16 (4): 435-445.
.14 Resnick L, FennellM. (2004). “Targeting JNK3 for the treatment of neurodegenerative disorders”. Drug Discov Today; 9, 932- 939.
.24 Rossi D M. Valenti V E. Navega MT. (2011). “Exercise training attenuates acute hyperalgesia in streptozotocin-induced diabetic female rats”. CLINICS; 66(9):1615-1619.
.34 Said G. (2007). “Diabetic neuropathy: a review”. Nat ClinPractNeurol; 3:331–340.
.44 Sakamoto R, Byrd DT, Brown HM, Hisamoto N, Matsumoto K, Jin Y (2005). “The Caenorhabditis elegans UNC-14 RUN domain protein binds to the kinesin-1 and UNC-16 complex and regulates synaptic vesicle localization”. Mol Biol Cell 16: 483–496
.54 Sharma NK. Ryals JM. Gajewski BJ. Wright DE. (2010). “Aerobic Exercise Alters Analgesia and Neurotrophin-3 Synthesis in an Animal Model of Chronic Widespread Pain”. PHYS THER; 90:714-725.
.64 Sluka KA and Rasmussen LA. (2010). “Fatiguing exercise enhances hyperalgesia to muscle Inflammation”. Pain; 148(2): 188.
.74 Steiner JL, Murphy E A, McClellan JL, Carmichael MD and Mark J. (2011). “Exercise Training Increases Mitochondrial Biogenesis in the Brain”. J Appl Physiol; 111: 1066– 1071.
.84 Stokin GB, Goldstein LS. (2006). “Axonal transport and Alzheimer’s disease”. Annu Rev Biochem; 75:607– 627.
.94 Szilvássy Z, Németh J, Kovács P, Paragh G, Sári R, Vígh L, Peitl B. (2012). “Insulin resistance occurs in parallel with sensory neuropathy in streptozotocin-induced diabetes in rats: differential response to early vs late insulin supplementation”. Metabolism; 61(6):776-86.
.05 Takino T, Nakada M, Miyamori H, et al. (2005). “JSAP1/JIP3 cooperates with focal adhesion kinase to regulate c-Jun N-terminal kinase and cell migration”. J of biological chemistry; 280(45):37772–81.
.15 Tomlinson DR, Gardiner NJ. (2008). “Glucose neurotoxicity. Nature Reviews Neuroscience”. 9(1):36-45.
.25 Whitmarsh AJ, Cavanagh J, Tournier C, Yasuda J, Davis RJ. (1998). “A mammalian scaffold complex that selectively mediates MAP kinase activation”. Science; 281, 16711674.
.35 Zhou Q, Lam PY, Han D, Cadenas E. (2008). “c-Jun N-terminal kinase regulates mitochondrial bioenergetics by modulating pyruvate dehydrogenase activity in primary cortical neurons”. J Neurochem; 104(2):325-35.
.45 Zochodne DW, Ramji N, Toth C. (2008). “Neuronal Targeting in Diabetes Mellitus: A Story of Sensory Neurons and Motor Neurons”. The Neuroscientist. 14(4):311-8.


مقاله JSB Volume 8 Issue 4 Pages 480 465 1
قیمت: تومان